Pomór Królików

Historia pomoru królików jest fascynującym przykładem choroby zakaźnej, której pochodzenie do dziś nie zostało w pełni wyjaśnione. Jednocześnie stanowi ona studium przypadku wykorzystania patogenu jako narzędzia biologicznej kontroli inwazyjnych populacji królików - oficjalnie w Australii, a w Nowej Zelandii w kontekście introdukcji i utrwalenia wirusa jako czynnika ograniczającego liczebność populacji ¹⁴. Pojawienie się w 2010 roku nowego wariantu wirusa, określanego jako RHDV2, zaskoczyło świat naukowy zdolnością do infekowania gatunków wcześniej uważanych za odporne, w tym zajęcy i różnych gatunków północnoamerykańskich królików z rodzaju Sylvilagus.

Charakterystyka czynnika etiologicznego

Sprawcą pomoru królików jest wirus krwotocznej choroby królików (Rabbit Hemorrhagic Disease Virus, RHDV), należący do rodzaju Lagovirus w obrębie rodziny Caliciviridae. Jest to jednoniciowy wirus RNA o dodatniej polarności, pozbawiony osłonki lipidowej, co czyni go niezwykle odpornym na warunki środowiskowe oraz typowe środki dezynfekcyjne ¹². Cząstki wirusowe mają symetrię ikosaedralną i średnicę około 30-40 nanometrów.

Genom wirusa koduje między innymi białko kapsydu VP60, które stanowi główny antygen i jest celem zarówno diagnostyki, jak i szczepionek. Właściwości tego białka determinują charakterystykę antygenową poszczególnych szczepów, ich zdolność do wiązania się z receptorami komórkowymi oraz wywoływania odpowiedzi immunologicznej ². Wirusy z rodzaju Lagovirus wykazują zdolność do wiązania się z antygenami grupowymi krwi typu histo (HBGA), które znajdują się na powierzchni komórek nabłonka przewodu pokarmowego i dróg oddechowych. Zróżnicowanie w ekspresji tych antygenów może częściowo tłumaczyć różnice w podatności osobniczej na zakażenie.

W praktyce wyróżnia się dwa główne patogenne typy: RHDV1 (GI.1; w tym wariant antygenowy określany jako RHDVa) oraz RHDV2 (GI.2, dawniej bywa określany jako RHDVb), a obok nich opisano również niepatogenne lagowirusy królików ¹³⁷. Różnice te mają fundamentalne znaczenie praktyczne, ponieważ szczepionki opracowane wyłącznie przeciwko RHDV1 mogą zapewniać co najwyżej ograniczoną ochronę krzyżową i nie są uznawane za wystarczające w warunkach krążenia RHDV2 ³⁷.

Historia odkrycia i rozprzestrzenienia choroby

Pierwszy wybuch epidemii w Chinach

Pierwszy udokumentowany wybuch pomoru królików miał miejsce w 1984 roku w prowincji Jiangsu w Chińskiej Republice Ludowej. Choroba pojawiła się w grupie hodowlanych królików rasy angorskiej, a w opisach historycznych wiązano wczesne ogniska z przemieszczaniem zwierząt i materiału hodowlanego ¹². Początkowo nie było jasne, czy wirus dotarł do Chin wraz z importowanymi zwierzętami, czy też już wcześniej krążył lokalnie w postaci niepatogennej. W ciągu niespełna roku epidemia rozprzestrzeniła się na obszarze ponad 50 000 kilometrów kwadratowych, zabijając około 140 milionów królików domowych.

Choroba otrzymała wówczas różne nazwy, w tym „choroba X królików”, „wirusowa nagła śmierć królików” czy „zakaźne martwicze zapalenie wątroby zajęczaków”. Dopiero później przyjęła się nazwa „krwotoczna choroba królików”, odzwierciedlająca charakterystyczne objawy kliniczne. Szybkość rozprzestrzeniania się i wysoką śmiertelność częściowo tłumaczy fakt, że patogen trafił na populację całkowicie immunologicznie naiwną, pozbawioną jakiegokolwiek kontaktu z podobnymi wirusami.

Ekspansja na inne kontynenty

Z Chin wirus rozprzestrzenił się najpierw do Korei Południowej, gdzie epidemie powiązano z importem futer króliczych ¹. Europa została dotknięta chorobą w 1986 roku, gdy pierwsze przypadki odnotowano we Włoszech. W kolejnych latach pomór dotarł do Hiszpanii (1988), Francji, Belgii i krajów skandynawskich (1990). Wielka Brytania zarejestrowała pierwsze przypadki w 1992 roku.

Ameryki początkowo pozostawały wolne od choroby, jednak w grudniu 1988 roku pomór pojawił się w Meksyku, a w opisach ogniska wskazywano na ryzyko introdukcji wraz z produktami pochodzenia króliczego i handlem międzynarodowym ¹². W ciągu kilku miesięcy choroba rozprzestrzeniła się na 159 hodowli w sześciu stanach meksykańskich. Meksyk przeprowadził zakrojoną na szeroką skalę akcję eradykacyjną, która objęła badania serologiczne i likwidację wszystkich seropozytywnych zwierząt wraz z kontaktami. Do początku lat 90. XX wieku opisywano skuteczne działania eradykacyjne w Meksyku, po których nie utrwaliło się endemiczne krążenie wirusa w kraju, co bywa przywoływane jako rzadki przykład skutecznej eliminacji ogniska na poziomie państwowym ¹².

W Stanach Zjednoczonych klasyczny RHDV wywoływał sporadyczne ogniska wśród królików domowych (Iowa w 2000, Utah, Illinois i Nowy Jork w 2001, Indiana w 2005), jednak każdorazowo udawało się je opanować i nie doszło do utrwalenia wirusa w populacji. Gatunki dzikich zajęczaków północnoamerykańskich, takie jak królaki (Sylvilagus) czy zając kalifornijski (Lepus californicus), uznawano za odporne na zakażenie klasycznym RHDV.

Pojawienie się wariantu RHDV2

Latem 2010 roku w północno-zachodniej Francji zaczęły się pojawiać przypadki choroby przypominającej pomór królików, jednak z kilkoma niepokojącymi różnicami. Choroba dotknęła króliki uprzednio zaszczepione przeciwko klasycznemu RHDV, a śmiertelność obserwowano również u osobników młodszych niż dotychczas ³⁵. Badania wykazały, że sprawcą jest nowy wariant wirusa, genetycznie i antygenowo odrębny od wszystkich wcześniej znanych szczepów.

Nowy wariant, nazwany RHDV2, charakteryzował się kilkoma cechami odróżniającymi go od klasycznego wirusa. Po pierwsze, mógł wywoływać chorobę także u bardzo młodych królików - opisywano zachorowania już od około 7-15 dnia życia - podczas gdy klasyczny RHDV rzadko powodował kliniczną chorobę u osobników przed osiągnięciem wieku około 6-8 tygodni ³⁷. Po drugie, szczepionki przeciwko klasycznemu RHDV nie zapewniały ochrony, co wskazywało na istotne różnice antygenowe. Po trzecie, RHDV2 wykazywał szerszy zakres gospodarzy, zdolny do infekowania nie tylko królika europejskiego, ale również różnych gatunków zająców (Lepus spp.) ⁵.

W ciągu roku od wykrycia RHDV2 rozprzestrzenił się na całą Francję, praktycznie wypierając krążące wcześniej szczepy klasycznego wirusa. W 2011 roku potwierdzono jego obecność we Włoszech i na Sardynii, gdzie wywołał epidemię dotykającą zarówno króliki, jak i zająca przylądkowego (Lepus capensis mediterraneus) - był to pierwszy przypadek lagowirusa wywołującego śmiertelne zapalenie wątroby u obu gatunków jednocześnie ⁵. W kolejnych latach RHDV2 dotarł do Hiszpanii, Portugalii, Wielkiej Brytanii, krajów skandynawskich, a także do Australii (2015), Kanady (2016) i Stanów Zjednoczonych (2018).

Patogeneza i przebieg kliniczny

Mechanizm zakażenia

Wirus pomoru królików wnika do organizmu głównie drogą pokarmową, wziewną lub przez błonę śluzową spojówek ¹². Do wywołania zakażenia wystarczają bardzo małe dawki zakaźne, a minimalna dawka zakaźna zależy m.in. od drogi transmisji i podatności populacji. Po wniknięciu wirus replikuje się przede wszystkim w hepatocytach, czyli komórkach miąższowych wątroby.
Mechanizm hepatotropizmu nie jest w pełni wyjaśniony, jednak wiąże się prawdopodobnie z obecnością specyficznych receptorów na powierzchni komórek wątrobowych oraz z antygenami grupowymi krwi typu histo.

Okres inkubacji jest krótki i zwykle wynosi około 1-3 dni, choć w części źródeł opisywany bywa szerzej - nawet do około 5 dni, w zależności od wariantu wirusa i warunków zakażenia ¹³⁷. Replikacja wirusa w hepatocytach prowadzi do masywnej martwicy wątroby, która z kolei uruchamia kaskadę zdarzeń prowadzących do rozsianego wykrzepiania wewnątrznaczyniowego (DIC, Disseminated Intravascular Coagulation). Proces ten charakteryzuje się paradoksalnym połączeniem nadmiernej aktywacji krzepnięcia z jednoczesną koagulopatią ze zużycia czynników krzepnięcia i płytek krwi.

Uszkodzenie wątroby upośledza syntezę czynników krzepnięcia zależnych od witaminy K, co pogarsza hemostazę. Jednocześnie martwicze hepatocyty uwalniają czynnik tkankowy, który aktywuje zewnątrzpochodną drogę krzepnięcia. Powstające mikrozakrzepy blokują drobne naczynia w różnych narządach, prowadząc do niedotlenienia i dalszego uszkodzenia tkanek ⁶. W końcowym etapie dochodzi do wyczerpania mechanizmów krzepnięcia i rozwoju skazy krwotocznej, objawiającej się krwawieniami z nosa, jamy ustnej, narządów rodnych oraz krwią w kale i moczu.

Postacie kliniczne choroby

Przebieg kliniczny pomoru królików zależy od wirulencji szczepu, dawki zakaźnej, wieku i statusu immunologicznego zwierzęcia oraz historii epidemiologicznej populacji. Wyróżnia się trzy podstawowe postacie choroby ¹⁴.

Postać nadostra występuje najczęściej w populacjach, które nigdy wcześniej nie zetknęły się z wirusem. Króliki padają nagle, bez jakichkolwiek objawów prodromalnych, często będąc jeszcze w trakcie jedzenia lub normalnej aktywności. Właściciele znajdują martwe zwierzęta, które jeszcze kilka godzin wcześniej wyglądały na całkowicie zdrowe. Jedynym zewnętrznym objawem może być krwisty wyciek z nosa lub odbytu, chociaż w przypadku RHDV2 krwawienia zewnętrzne obserwuje się rzadziej niż przy klasycznym wirusie.

Postać ostra pozwala na obserwację pewnych objawów klinicznych przed śmiercią zwierzęcia. Króliki wykazują apatię, niechęć do ruchu, utratę apetytu i wysoką gorączkę sięgającą nawet 42°C. Przyspiesza się częstość oddechów i tętno serca. Mogą pojawić się objawy neurologiczne, takie jak zaburzenia równowagi, ataksja czy drgawki. W końcowym stadium często obserwuje się duszność, sinicę błon śluzowych i krwotoki. Śmierć następuje zwykle w ciągu 12-36 godzin od pojawienia się pierwszych objawów.

Postać podostra i przewlekła występuje rzadziej, częściej jednak przy zakażeniu RHDV2 niż klasycznym wirusem ³. Króliki wykazują łagodniejsze objawy i mogą przeżyć zakażenie, rozwijając odporność. Przebieg podostry charakteryzuje się przedłużającą się apatią, zmniejszonym apetytem i żółtaczką wynikającą z uszkodzenia wątroby. Zwierzęta, które przeżyją, mogą wydalać wirusa przez kilka tygodni, stanowiąc źródło zakażenia dla innych osobników.

Oporność młodych królików

Jedną z najbardziej intrygujących cech epidemiologii klasycznego RHDV jest wrodzona oporność bardzo młodych królików na zakażenie ². Osobniki poniżej 3-4 tygodnia życia praktycznie nie chorują, mimo że mogą ulec zakażeniu i wydalać wirusa. Mechanizm tej oporności nie został w pełni wyjaśniony, jednak związany jest prawdopodobnie z niedojrzałością receptorów komórkowych niezbędnych do wniknięcia wirusa do hepatocytów oraz z ochronnym działaniem przeciwciał matczynych przekazywanych z mlekiem.

Wraz z wiekiem podatność rośnie, osiągając poziom typowy dla dorosłych osobników około 8-9 tygodnia życia. Jest to okres szczególnie niebezpieczny, gdyż ochrona matczyna już zanika, a młode króliki nie zdążyły jeszcze nabyć własnej odporności. RHDV2 przełamuje tę barierę wiekową i może wywoływać chorobę u osobników już od 15-20 dnia życia ³, co stanowi istotną różnicę epidemiologiczną w porównaniu z klasycznym wirusem.

Zmiany patologiczne

Obraz sekcyjny

Króliki padłe na pomór zwykle znajdują się w dobrym stanie odżywienia, często ze świeżą treścią pokarmową w przewodzie pokarmowym, co świadczy o nagłym charakterze śmierci ⁴⁶. Najbardziej charakterystyczne zmiany dotyczą wątroby, która może być powiększona, blada, żółtawa lub szara, krucha, z wyraźnym wzorcem zrazikowym. W przypadkach ostrzejszych wątroba może być przekrwiona i ciemnoczerwona.

Wieloogniskowe wybroczyny krwawe występują w wątrobie, płucach, nerkach i sercu. Śledziona jest zwykle ciemna i przekrwiona. Płuca wykazują obrzęk, przekrwienie lub krwotoki, czasem z cechami zapalenia oskrzeli i płuc. Tchawica może zawierać pienistą, podbarwioną krwią wydzielinę. W niektórych przypadkach obserwuje się żółtaczkę widoczną na tkance podskórnej i błonach śluzowych.

Krwotoki mogą być obecne również w innych narządach, w tym w grasicy, węzłach chłonnych, osierdziu i błonie śluzowej pęcherza moczowego. Zmiany w przewodzie pokarmowym są zwykle nieobecne lub niecharakterystyczne, chociaż w niektórych ogniskach opisywano nieżyt jelit.

Obraz mikroskopowy

Badanie histopatologiczne wątroby ujawnia rozległą martwicę hepatocytów z dezorganizacją architektury zrazikowej, hipereozynofilią cytoplazmy, piktozą i karioreksją jąder komórkowych ⁶. Zachowane hepatocyty wykazują cechy zwyrodnienia i obrzęku. W naczyniach wątrobowych oraz naczyniach innych narządów stwierdza się mikrozakrzepy złożone z włóknika, będące morfologicznym wyrazem rozsianego wykrzepiania wewnątrznaczyniowego.

Śledziona wykazuje deplecję limfocytów w miazdze białej oraz martwicę miazgi czerwonej. W płucach obserwuje się obrzęk, krwotoki i obecność zakrzepów w naczyniach włosowatych. Nerki mogą wykazywać martwicę cewek nerkowych oraz zakrzepy w naczyniach kłębuszków. Zmiany te, choć niepatognomoniczne, w połączeniu z obrazem klinicznym i epidemiologicznym pozwalają na postawienie wstępnego rozpoznania, które wymaga jednak potwierdzenia laboratoryjnego.

Epidemiologia i drogi transmisji

Sposoby szerzenia się zakażenia

Wirus pomoru królików charakteryzuje się wyjątkową zakaźnością i może być przenoszony wieloma drogami. Transmisja bezpośrednia następuje przez kontakt z zakażonymi zwierzętami, ich wydzielinami (śliną, wydzieliną z nosa, moczem, kałem) oraz krwią ¹⁷. Szczególnie zakaźna jest wątroba padłych zwierząt, zawierająca najwyższe stężenie wirusa.

Transmisja pośrednia odgrywa równie istotną rolę. Wirus może być przenoszony przez skażone przedmioty (fomity), w tym klatki, poidła, karmidła, ściółkę, sprzęt do pielęgnacji, odzież i obuwie opiekunów. Ze względu na brak osłonki lipidowej, RHDV jest niezwykle oporny środowiskowo i może zachowywać zakaźność poza organizmem gospodarza bardzo długo; w praktycznych wytycznych opisywano przeżycie do około 3 miesięcy na niektórych materiałach w temperaturze pokojowej, zwłaszcza jeśli nie usunięto materii organicznej ⁸. W rozkładających się zwłokach wirus pozostaje aktywny przez podobny czas.

Owady stanowią efektywne wektory mechaniczne, przenosząc wirusa na swoich ciałach ⁷. Muchy z rodziny plujkowatych (Calliphoridae) odgrywają szczególnie istotną rolę w rozprzestrzenianiu choroby w populacjach dzikich królików. Komary, pchły i kleszcze również mogą uczestniczyć w transmisji. Padlinożercy i drapieżniki, takie jak lisy, psy czy ptaki drapieżne, mogą wydalać wirusa w kale po zjedzeniu zakażonych zwłok, chociaż nie dochodzi u nich do replikacji patogenu ⁷.

Import mięsa króliczego, skór i produktów futrzarskich stanowi ważną drogę introdukcji wirusa na nowe obszary. Mięso zawiera wysokie stężenie wirusa ze względu na znaczne ukrwienie, a patogen zachowuje zakaźność pomimo mrożenia ¹. Ta droga transmisji była odpowiedzialna za wprowadzenie choroby do Meksyku i prawdopodobnie przyczyniła się do pierwotnej introdukcji do Chin.

Oporność środowiskowa

Odporność RHDV na czynniki środowiskowe jest wyjątkowa nawet wśród wirusów bezosłonkowych. Wirus może przetrwać co najmniej 3 miesiące w stanie wysuszonym (np. na tkaninie w temp. pokojowej), a gdy jest „chroniony” przez materiał biologiczny, potrafi przetrwać >7 miesięcy w 4°C. Mrożenie nie inaktywuje wirusa, co ma znaczenie dla bezpieczeństwa transportu mięsa króliczego. Wysuszenie jedynie nieznacznie zmniejsza zakaźność, pozwalając wirusowi przetrwać na powierzchniach, ściółce i w glebie.

Wirus wykazuje dużą stabilność w szerokim zakresie warunków środowiskowych; jako wirus bezosłonkowy jest też odporny na wiele rozpuszczalników organicznych, takich jak eter czy chloroform ¹. Ta właściwość wynika z braku osłonki lipidowej, która u innych wirusów stanowi wrażliwy punkt dla detergentów i rozpuszczalników. Skuteczna dezynfekcja wymaga wcześniejszego oczyszczenia i użycia preparatów o udowodnionej skuteczności, takich jak 10% roztwór podchlorynu sodu (1 część wybielacza + 9 części wody), Virkon S lub przyspieszony nadtlenek wodoru - czas kontaktu: 5 minut dla rozcieńczonego wybielacza (1:10) oraz 10 minut dla 1% Virkon S (przy utrzymaniu powierzchni mokrej przez cały czas kontaktu) ⁸. Wirus jest również inaktywowany przez wodorotlenek sodu w stężeniu 1% oraz przez temperaturę powyżej 50°C przy odpowiednio długim czasie ekspozycji.

Wzorce sezonowe i cykliczne

W populacjach dzikich królików pomór wykazuje wyraźną sezonowość, z największą liczbą przypadków w okresie wiosennym ⁷⁹. Wzorzec ten związany jest z cyklem rozrodczym królików. Dorosłe osobniki, które przeżyły wcześniejsze zakażenie, posiadają odporność i są chronione. Młode króliki początkowo chronione są przez przeciwciała matczyne przekazywane z mlekiem, jednak ochrona ta zanika po odstawieniu od matki. W tym momencie młode stają się podatne na zakażenie, co przy wysokiej gęstości populacji typowej dla sezonu rozrodczego sprzyja wybuchom epidemii.

W kolejnych latach po wprowadzeniu wirusa na dany obszar obserwuje się cykliczne fluktuacje liczebności populacji, związane z naprzemiennym budowaniem i zanikaniem odporności stadnej ⁹. Po epidemii z wysoką śmiertelnością populacja zostaje zdominowana przez osobniki odporne. W miarę ich wymieniania się przez młode pokolenia, odsetek osobników podatnych rośnie, aż przekroczy próg umożliwiający kolejną epidemię.

Zakres gospodarzy

Królik europejski jako główny gospodarz

Królik europejski (Oryctolagus cuniculus) jest głównym i pierwotnym gospodarzem wirusów powodujących pomór królików ¹. Gatunek ten, pochodzący z Półwyspu Iberyjskiego, został udomowiony i rozprzestrzeniony przez człowieka na wszystkie zamieszkane kontynenty. Wszystkie rasy królików hodowlanych i domowych wywodzą się z tego jednego gatunku i są w równym stopniu podatne na zakażenie.

Dzikie populacje królika europejskiego występują naturalnie w Europie Zachodniej, a introdukowane żyją w Australii, Nowej Zelandii, Chile, Argentynie i na wielu wyspach. We wszystkich tych lokalizacjach pomór powoduje znaczącą śmiertelność. W ekosystemach, gdzie królik europejski stanowi kluczowe ogniwo łańcucha pokarmowego, epidemie choroby mają daleko idące konsekwencje dla całych biocenoz.

Rozszerzenie zakresu gospodarzy przez RHDV2

Jedną z najbardziej niepokojących cech wariantu RHDV2 jest jego zdolność do infekowania gatunków wcześniej uważanych za odporne ³⁵¹⁰. Już w 2011 roku na Sardynii potwierdzono zakażenia zarówno królików, jak i zająca przylądkowego, co było bezprecedensowe dla lagovirusów. W kolejnych latach RHDV2 wykryto u wielu innych gatunków zajęcy, w tym zająca włoskiego (Lepus corsicanus), zająca bielaka (Lepus timidus) i zająca iberyjskiego (Lepus granatensis) ¹⁰.

Przełomowy moment nastąpił w marcu 2020 roku, gdy w Nowym Meksyku potwierdzono pierwsze przypadki RHDV2 u dzikich północnoamerykańskich zajęczaków z rodzajów Sylvilagus i Lepus ¹⁰¹¹. Zakażone gatunki obejmowały zająca kalifornijskiego (Lepus californicus), zająca przedeń (Lepus alleni), a także królaki z rodzaju Sylvilagus, m.in. Sylvilagus audubonii, Sylvilagus nuttallii i Sylvilagus floridanus, a później również zagrożone wyginięciem podgatunki Sylvilagus bachmani (Sylvilagus bachmani riparius) oraz królika karłowatego (Brachylagus idahoensis) ¹¹.

Rozszerzenie zakresu gospodarzy ma poważne implikacje dla ochrony przyrody. Wiele gatunków zajęczaków Nowego Świata nie zetknęło się wcześniej z podobnymi patogenami i stanowi populacje immunologicznie naiwne, szczególnie podatne na wysoką śmiertelność. Niektóre z tych gatunków, jak wspomniany królik karłowaty czy podgatunki Sylvilagus bachmani, są już zagrożone wyginięciem z innych przyczyn, a pojawienie się nowej, wysoce śmiertelnej choroby stanowi dodatkowe zagrożenie dla ich przetrwania ¹¹.

Diagnostyka

Podejrzenie kliniczne i epidemiologiczne

Rozpoznanie pomoru królików opiera się na połączeniu obrazu klinicznego, zmian sekcyjnych i potwierdzenia laboratoryjnego. Podejrzenie powinny wzbudzać nagłe zgony dorosłych królików bez poprzedzających objawów chorobowych, zwłaszcza jeśli dotyczą wielu osobników w krótkim czasie. Obecność krwawień z naturalnych otworów ciała, choć charakterystyczna, nie zawsze jest obserwowana, szczególnie w przypadku RHDV2 ⁶.

Okoliczności epidemiologiczne mające znaczenie diagnostyczne obejmują niedawny kontakt z innymi królikami (wystawy, targi, nowe nabytki), wprowadzenie świeżej zieleniny z terenów zasiedlonych przez dzikie króliki, brak szczepień przeciwko RHD oraz występowanie choroby na danym obszarze geograficznym.

Metody laboratoryjne

Definitywne rozpoznanie wymaga badań laboratoryjnych. Metodą z wyboru jest reakcja łańcuchowa polimerazy poprzedzona odwrotną transkrypcją (RT-PCR lub RT-qPCR), która pozwala na wykrycie materiału genetycznego wirusa z wysoką czułością i swoistością ⁶. Preferowanym materiałem do badań jest świeża lub mrożona wątroba, zawierająca najwyższe miano wirusa. W przypadku braku dostępu do wątroby można wykorzystać śledzionę, krew lub surowicę.

Identyfikacja konkretnego wariantu wirusa (klasyczny RHDV versus RHDV2) jest kluczowa dla doboru właściwego protokołu szczepień i ma znaczenie epidemiologiczne. Wymaga to zastosowania specyficznych starterów lub sekwencjonowania produktu PCR. Inne metody diagnostyczne obejmują test ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay), mikroskopię elektronową, immunohistochemię, Western blot i hybrydyzację in situ ⁶. Metody serologiczne pozwalają na wykrycie przeciwciał u zwierząt, które przeżyły zakażenie.

Profilaktyka i zwalczanie

Szczepienia

Szczepienia stanowią najskuteczniejszą metodę ochrony królików domowych i hodowlanych przed pomorem ¹²¹³. Dostępne są różne preparaty różniące się składem antygenowym, sposobem wytwarzania i spektrum ochrony. Ze względu na różnice antygenowe między klasycznym RHDV a RHDV2, optymalną ochronę zapewniają szczepionki dwuwalentne lub skojarzenia preparatów monowalentnych.

W Europie powszechnie stosowane są szczepionki inaktywowane Filavac VHD K C+V (chroniąca przed klasycznym RHDV i RHDV2) oraz Eravac (wyłącznie przeciw RHDV2) ¹²¹³. Preparat Nobivac Myxo-RHD PLUS, oparty na rekombinowanym wektorze myksomawirusa, zapewnia jednoczesną ochronę przed myksomatozą, klasycznym RHDV i RHDV2 przy jednym wstrzyknięciu rocznie ¹³. W Stanach Zjednoczonych, gdzie pomór królików był do niedawna chorobą egzotyczną, szczepionki były początkowo dostępne jedynie w ramach programów awaryjnych, jednak obecnie producent Medgene posiada warunkową licencję na preparat przeciwko RHDV2 ¹².

Protokoły szczepień różnią się w zależności od preparatu i sytuacji epidemiologicznej. Szczepionki inaktywowane (Filavac, Eravac) indukują odporność w ciągu około 7 dni od podania, natomiast Nobivac Myxo-RHD PLUS wymaga około 3 tygodni ¹³. Ma to znaczenie w sytuacjach awaryjnych, gdy konieczna jest szybka ochrona zagrożonej populacji. Króliki powinny być szczepione od wieku 4-10 tygodni (zależnie od preparatu i statusu immunologicznego matki), a następnie doszczepiane co 6-12 miesięcy ¹³.

Biosekuracja

Środki biosekuracji mają kluczowe znaczenie zarówno w zapobieganiu introdukcji wirusa, jak i w ograniczaniu jego rozprzestrzeniania podczas ogniska choroby ⁷⁸. Podstawowe zasady obejmują utrzymywanie zamkniętych stad, bez introdukcji nowych zwierząt lub z obowiązkową kwarantanną dla nowych nabytków. Nowe króliki powinny być izolowane przez minimum 2-3 tygodnie przed wprowadzeniem do stada.

Higiena rąk i odzieży ma fundamentalne znaczenie. Osoby opiekujące się królikami powinny myć ręce przed i po kontakcie ze zwierzętami, używać dedykowanego obuwia i odzieży, unikać kontaktu z obcymi królikami. Wizyty osób posiadających własne króliki powinny być ograniczone lub całkowicie wykluczone w okresach podwyższonego ryzyka.

Ograniczanie obecności owadów i gryzoni zmniejsza ryzyko transmisji mechanicznej. Króliki domowe nie powinny mieć dostępu do terenów, na których mogą przebywać dzikie króliki lub zające. Świeża zielenina zbierana z takich terenów stanowi potencjalne źródło zakażenia. Królikarnie powinny być zabezpieczone przed penetracją przez owady i gryzonie.

Postępowanie w ognisku choroby

W przypadku podejrzenia lub potwierdzenia pomoru królików konieczne jest natychmiastowe wdrożenie środków kontroli ⁸. Zwierzęta chore powinny być niezwłocznie izolowane, a padłe - usuwane i utylizowane zgodnie z obowiązującymi przepisami. Należy powiadomić właściwe służby weterynaryjne, gdyż pomór królików jest chorobą podlegającą obowiązkowi zgłaszania. Diagnostyka laboratoryjna pozwoli na potwierdzenie rozpoznania i identyfikację wariantu wirusa.

Ognisko powinno zostać poddane kwarantannie, zakazującej przemieszczania zwierząt, produktów i sprzętu. Zwłoki padłych zwierząt należy usunąć i zutylizować zgodnie z wytycznymi służb weterynaryjnych (spalenie lub głębokie zakopanie z użyciem wapna). Pomieszczenia i sprzęt wymagają dokładnej dezynfekcji z użyciem skutecznych preparatów, takich jak roztwór podchlorynu sodu lub nadsiarczan potasu ⁸.

Zwierzęta, które przeżyły infekcję, mogą wydalać wirusa przez kilka tygodni i stanowić źródło zakażenia. Należy je izolować i monitorować. Wprowadzanie nowych królików jest zalecane nie wcześniej niż 8 tygodni po ostatnim przypadku zachorowania, a nowe zwierzęta powinny być zaszczepione odpowiednią szczepionką ¹³.

Pomór królików jako narzędzie biologicznej kontroli

Wprowadzenie RHDV do Australii

Australia stanowi unikalny przypadek, gdzie wirus pomoru królików został celowo wprowadzony jako środek biologicznej kontroli inwazyjnego gatunku ¹⁴¹⁵. Królik europejski, introdukowany na kontynent w XIX wieku, rozmnożył się do setek milionów osobników, powodując katastrofalne szkody w rolnictwie i rodzimych ekosystemach. Wcześniejsze próby kontroli, w tym introdukcja wirusa myksomatozy w 1950 roku, przynosiły jedynie przejściowe efekty ze względu na rozwój oporności w populacji królików.

W 1991 roku czeski szczep RHDV (CAPM V-351) został sprowadzony do Australii i poddany badaniom w warunkach kwarantanny w celu oceny jego przydatności jako środka biokontroli ¹⁴. W 1995 roku rozpoczęto kontrolowane testy terenowe na wyspie Wardang u wybrzeży Australii Południowej. Mimo podjętych środków ostrożności, wirus wydostał się z obszaru badań, prawdopodobnie przeniesiony przez owady, i zaczął rozprzestrzeniać się na kontynencie ¹⁴¹⁵.

Uznając, że powstrzymanie naturalnego rozprzestrzeniania wirusa jest niemożliwe, władze australijskie zatwierdziły w 1996 roku oficjalne wykorzystanie RHDV jako środka biokontroli. W pierwszych latach po introdukcji wirus zredukował populacje królików na niektórych obszarach nawet o 95-98%, szczególnie w regionach półpustynnych, gdzie króliki stanowiły poważny problem ¹⁵. Efekty ekologiczne były spektakularne - odnotowano regenerację roślinności rodzimej i poprawę stanu siedlisk dla innych gatunków.

Ewolucja wirusa i oporność królików

Od czasu wprowadzenia RHDV w 1995 roku wirus ulegał ciągłej ewolucji w australijskiej populacji królików ¹⁴. Pomimo ponad 3500 ponownych introdukcji oryginalnego szczepu szczepionkowego, badania genetyczne wykazały, że te reintrodukowane wirusy były szybko wypierane przez krążące w terenie zmutowane warianty. Jednocześnie australijskie króliki zaczęły rozwijać genetyczną oporność na zakażenie, co zmniejszało skuteczność biokontroli ¹⁴.

W 2014 roku wykryto w Australii obecność wariantu RHDV2, który dotarł na kontynent z nieustalonych źródeł ¹⁴¹⁵. W ciągu niespełna dwóch lat nowy wariant rozprzestrzenił się na całym kontynencie, wypierając wcześniej dominujące szczepy klasycznego wirusa. Początkowo RHDV2 spowodował znaczący dodatkowy spadek populacji królików (średnio o 60%), jednak jego długoterminowe efekty są przedmiotem trwających badań.

W 2017 roku celowo wprowadzono kolejny wariant, koreański szczep RHDV1-K5, który wykazywał mniejszą podatność na krzyżową ochronę przez niepatogenne kaliciwirusy endemicznie występujące u australijskich królików ¹⁵. Interakcje między różnymi wariantami RHDV krążącymi w australijskiej populacji królików stanowią fascynujący model dla badań nad ewolucją patogenów i koewolucją gospodarza z pasożytem.

Epidemia w Stanach Zjednoczonych od 2020 roku

Przebieg wybuchu epidemii

W marcu 2020 roku Stany Zjednoczone stanęły w obliczu bezprecedensowej epidemii RHDV2, która jako pierwsza dotknęła dzikie populacje zajęczaków na tym kontynencie ¹⁰¹¹. Początkowe przypadki wykryto w królikach domowych w Nowym Jorku i Nowym Meksyku, jednak wkrótce potwierdzono zakażenia u dzikich wańek i zająca kalifornijskiego w Nowym Meksyku. Była to pierwsza dokumentacja wirusa pomoru królików u dzikich zajęczaków w Ameryce Północnej.

W kolejnych tygodniach i miesiącach epidemia rozprzestrzeniła się na sąsiednie stany południowo-zachodnich Stanów Zjednoczonych ¹⁰¹¹. Do końca 2020 roku potwierdzono przypadki w Arizonie, Teksasie, Kolorado, Kalifornii, Nevadzie i Utah. W 2021 roku choroba dotarła do Wyoming, Montany, Idaho i Oregonu. Zasięg wykryć rozszerzał się szybko, obejmując kolejne stany w krótkim czasie, co odzwierciedla zarówno realne szerzenie wirusa, jak i intensyfikację monitoringu i diagnostyki po pierwszych ogniskach ¹¹.

Według danych z pierwszych czterech lat epidemii (marzec 2020 - marzec 2024), RHDV2 wykryto u przedstawicieli ośmiu rodzimych północnoamerykańskich gatunków zajęczaków w czternastu stanach zachodnich ¹¹. Spośród gatunków zagrożonych wyginięciem, zakażenia potwierdzono zarówno u królika karłowatego, jak i u wańki nadbrzeżnej. Śmiertelność w poszczególnych ogniskach wahała się od kilku do ponad tysiąca osobników.

Odpowiedź służb weterynaryjnych i ochrony przyrody

Reakcja na epidemię wymagała bezprecedensowej koordynacji między różnymi agencjami federalnymi i stanowymi ¹⁰. W Stanach Zjednoczonych USDA APHIS nie posiada uprawnień regulacyjnych nad królikami, co komplikowało wdrażanie typowych środków zwalczania chorób zakaźnych zwierząt, takich jak przymusowa depopulacja czy kontrola przemieszczeń. Odpowiedzialność za regulację hodowli królików różni się między stanami i nie zawsze jest jasno określona.

Utworzono specjalną komórkę koordynacyjną (Coordinating Cell) łączącą służby weterynaryjne, organy ochrony przyrody i organizacje hodowców królików ¹⁰. Wdrożono programy awaryjne umożliwiające import europejskich szczepionek, początkowo niedostępnych na rynku amerykańskim. Prowadzono kampanie informacyjne skierowane do właścicieli królików domowych oraz lekarzy weterynarii.

Dla dzikich populacji zajęczaków możliwości interwencji są znacznie bardziej ograniczone. Szczepienie dzikich zwierząt na dużą skalę jest praktycznie niewykonalne. Działania koncentrują się na monitoringu rozprzestrzeniania wirusa, ochronie hodowli ex situ zagrożonych gatunków oraz badaniach nad podatnością poszczególnych gatunków i potencjalnym rozwojem naturalnej oporności.

Znaczenie ekologiczne i ekonomiczne

Wpływ na ekosystemy

Królik europejski stanowi kluczowe ogniwo w wielu ekosystemach, będąc ważnym źródłem pokarmu dla licznych drapieżników ¹¹. Na Półwyspie Iberyjskim, gdzie gatunek ten występuje naturalnie, epidemie pomoru królików przyczyniły się do dramatycznego spadku liczebności zagrożonego rysia iberyjskiego (Lynx pardinus), dla którego króliki stanowią podstawę diety. Podobnie ucierpiały populacje orła iberyjskiego (Aquila adalberti) i innych drapieżników specjalizujących się w polowaniu na króliki.

W ekosystemach, gdzie królik europejski jest gatunkiem inwazyjnym, pomór królików może przynosić korzyści ekologiczne. W Australii redukcja populacji królików pozwoliła na regenerację roślinności rodzimej i poprawę warunków dla gatunków endemicznych, które wcześniej przegrywały konkurencję o zasoby z wszechobecnymi królikami ¹⁵. Analogiczne efekty obserwowano na niektórych wyspach, gdzie króliki zostały introdukowane i zdewastowały rodzimą florę.

Straty ekonomiczne w hodowlach

Pomór królików powoduje znaczące straty w hodowlach komercyjnych, zarówno poprzez bezpośrednią śmiertelność, jak i koszty pośrednie związane z kwarantanną, dezynfekcją, szczepieniami i utratą rynków zbytu. W Chinach początkowa epidemia w latach 1984-1985 zabiła około 140 milionów królików, co stanowiło katastrofę dla rozwijającego się przemysłu futrzarsko-mięsnego. W Europie cykliczne epidemie powodują straty szacowane na miliony euro rocznie.

Hodowcy królików amatorskich i właściciele zwierząt towarzyszących również ponoszą straty, często bardziej dotkliwe emocjonalnie niż ekonomicznie. Nagła śmierć ukochanego zwierzęcia bez możliwości leczenia stanowi traumatyczne doświadczenie, zwłaszcza że pomór często zabija wszystkie niezaszczepione króliki w gospodarstwie domowym w ciągu kilku dni.

Podsumowanie i perspektywy

Pomór królików pozostaje jedną z najważniejszych chorób zakaźnych zajęczaków, łączącą w sobie cechy choroby wyniszczającej hodowle, zagrożenia dla dzikich populacji i narzędzia biologicznej kontroli inwazyjnych gatunków. Pojawienie się wariantu RHDV2 w 2010 roku i jego globalna ekspansja pokazały, jak szybko wirusy RNA mogą ewoluować i rozszerzać swój zakres gospodarzy.

Dla właścicieli i hodowców królików domowych najważniejszym przesłaniem pozostaje konieczność regularnych szczepień odpowiednimi preparatami chroniącymi przed wszystkimi krążącymi wariantami wirusa. Szczepienia stanowią jedyną skuteczną metodę ochrony przed chorobą, na którą nie istnieje leczenie. Równie istotne jest przestrzeganie zasad biosekurcji, zwłaszcza w regionach, gdzie choroba występuje endemicznie lub gdzie odnotowano niedawne ogniska.

Z perspektywy naukowej pomór królików stanowi fascynujący model do badań nad emergentnymi chorobami zakaźnymi, ewolucją wirulencji, koewolucją gospodarza z patogenem oraz ekologicznymi konsekwencjami epidemii chorób zakaźnych. Doświadczenia z Australii pokazują zarówno potencjał, jak i ograniczenia biologicznej kontroli z wykorzystaniem patogenów, a także nieuchronność ewolucyjnych odpowiedzi zarówno wirusa, jak i gospodarza.

Przyszłość zmagań z pomorem królików będzie prawdopodobnie wymagała ciągłej aktualizacji szczepionek w odpowiedzi na pojawiające się nowe warianty, doskonalenia metod diagnostycznych i monitoringu, a także rozwijania strategii ochrony zagrożonych gatunków dzikich zajęczaków przed tą śmiertelną chorobą.

Bibliografia

1. Abrantes J, van der Loo W, Le Pendu J, Esteves PJ. Rabbit haemorrhagic disease (RHD) and rabbit haemorrhagic disease virus (RHDV): a review. Veterinary Research. 2012;43:12. doi:10.1186/1297-9716-43-12.
2. Kerr PJ, Kitchen A, Holmes EC. Origin and phylodynamics of rabbit hemorrhagic disease virus. Journal of Virology. 2009;83(23):12129-12138. doi:10.1128/JVI.01523-09.
3. Le Gall-Reculé G, Zwingelstein F, Boucher S, et al. Emergence of a new lagovirus related to Rabbit Haemorrhagic Disease Virus. Veterinary Research. 2013;44:81. doi:10.1186/1297-9716-44-81.
4. Capucci L, Fusi P, Lavazza A, Pacciarini ML, Rossi C. Detection and preliminary characterization of a new rabbit calicivirus related to rabbit hemorrhagic disease virus but nonpathogenic. Journal of Virology. 1996;70(12):8614-8623. doi:10.1128/JVI.70.12.8614-8623.1996.
5. Puggioni G, Cavadini P, Maestrale C, et al. The new French 2010 Rabbit Hemorrhagic Disease Virus causes an RHD-like disease in the Sardinian Cape hare (Lepus capensis mediterraneus). Veterinary Research. 2013;44:96. doi:10.1186/1297-9716-44-96.
6. Asin J, Calvete C, Uzal FA, et al. Rabbit hemorrhagic disease virus 2, 2010-2023: a review of global detections and affected species. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 2024;36(5):617-637.
7. World Organisation for Animal Health (OIE/WOAH). Rabbit haemorrhagic disease. Technical Disease Card (last updated: 02/06/2009).
8. United States Department of Agriculture. General Guidance for Cleaning and Disinfection of RHDV-Contaminated Premises. USDA APHIS Veterinary Services. 2020.
9. Taggart PL, Hall RN, Cox TE, et al. Changes in virus transmission dynamics following the emergence of RHDV2 shed light on its competitive advantage over previously circulating variants. Transboundary and Emerging Diseases. 2022;69(3):1118-1130. doi:10.1111/tbed.14071. (Epub 2021 Mar 30).
10. Center for Food Security and Public Health, Iowa State University. RHDV2 Outbreak in the Southwestern U.S., 2020. 2020.
11. Ringenberg JM, Weir K, Linder T, Lenoch J. Detections of Rabbit Hemorrhagic Disease Virus 2 (RHDV2) Following the 2020 Outbreak in Wild Lagomorphs across the Western United States. Viruses. 2024;16(7):1106.
12. Bosco-Lauth AM, Schueler A, Midthun E, et al. Vaccination against Rabbit Hemorrhagic Disease Virus 2 (RHDV2) Using a Baculovirus Recombinant Vaccine Provides Durable Immunity in Rabbits. Viruses. 2024;16(4):538. doi:10.3390/v16040538.
13. Harcourt-Brown F. Vaccination against RHD. Frances Harcourt-Brown Rabbit Medicine. 2024. https://www.harcourt-brown.co.uk/articles/infectious-disease/rabbit-haemorrhagic-disease/vaccination-against-rhd
14. Eden JS, Kovaliski J, Duckworth JA, et al. Comparative phylodynamics of rabbit hemorrhagic disease virus in Australia and New Zealand. Journal of Virology. 2015;89(18):9548-9558.
15. Centre for Invasive Species Solutions. Benefits of Rabbit Biocontrol in Australia: an update. Canberra: Centre for Invasive Species Solutions; 2021. (PestSmart PDF).